Mechanisms Of Er-To-Golgi Transport Of Lysosomal Enzymes

项目摘要/摘要： -- 溶酶体是细胞代谢的重要组成部分，是细胞代谢的重要组成部分，它是细胞代谢的主要中枢。 它作为一个重要的平台，将众多信号整合在一起，这些信号可以调节细胞的死亡、生长和增殖。 大多数溶酶体的功能依赖于一套超过50种的酸性水解酶，这些水解酶可以降解种类繁多的蛋白质。 大分子、溶酶体和酶在以下两个主要阶段被运送到溶酶体中：第一个阶段是新溶酶体的运输过程。 合成的蛋白质来自内质网(ER)，以形成高尔基体复合体，并在随后的过程中发挥作用。 受体辅助的细胞从高尔基体到内溶酶体之间的转移。溶酶体的酶是如何作用的？ 从核反应堆到高尔基复杂核反应堆的运输是一个未知的过程，根据我们的现有知识，这是一个非常简单的大规模核反应堆模型。 不受监管的ER受体从未受到过质疑。我们已经确定了两个更好的候选ER受体，即CLN6。 还有一种是CLN8，它的蛋白质缺乏会导致溶酶体酶的成熟速度和溶酶体的储藏能力发生变化。 我们建议进一步研究CLN6和CLN8是如何在人的成熟过程中发挥作用的。 溶酶体与酶的相互作用。首先，我们将检验假设，即CLN6和CLN8直接与溶酶体相互作用。 酶的作用是，这种相互作用可能不会被发生在CLN6/CLN8上的与疾病相关的基因突变所破坏。 溶酶体体酶的表面活性(目标1)。第二，我们将进一步研究新生物的表面活性和成熟度。 人工合成的溶酶体体酶可以帮助识别它被CLN6基因和CLN8基因缺乏症扰乱的确切步骤。 我们还将通过对溶酶体进行详细的组织特异性基因分析来定义CLN6基因和CLN8基因在体内的功能。 在基于LC-MS/MS的蛋白质组学研究中，CLN6-1和CLN8-1缺陷小鼠品系的组成存在差异。为了实现这一目标，我们必须。 通过对Lamp1FLAG小鼠品系进行基因敲入，可以高效地将溶酶体从所需的组织中分离出来(目标2)。 第三，我们还将确定参与CLN6/CLN8相互作用的主要蛋白质结构域和基序，以及直接参与CLN6/CLN8相互作用的蛋白质。 它们的DNA通过CoP包裹的囊泡(Aim 3)在早期分泌途径的各个隔间进行分选。 实现我们的目标，需要一种新的多学科的方法，它使用了现代生物化学、分子和生物学的先进工具。 细胞生物学研究和小鼠细胞工程技术我们还将开发一种新的体内细胞溶酶体分离方法。 小鼠的皮肤组织。我们的研究结果不太可能对我们更好地理解世界产生重要的影响。 溶酶体生物发生调控机制及其在人类多种疾病分子生物学发病机制中的作用 疾病。包括我们可能发现的一些新的监管机制，这些机制可能在未来几年内服务于这些疾病，成为新的调控目标。 溶酶体的生物发生作用在一些疾病中起作用，这些疾病是由于某些情况下溶酶体功能受损而引起的，例如某些疾病。 癌症的类型有两种，即它们的特征是细胞异常或溶酶体激活不受限制。

PROJECT SUMMARY/ABSTRACT    Lysosomes control a substantial part of cellular metabolism by acting as the main catabolic hub of the cell and  serving as a platform for the integration of numerous signals that modulate cell death, growth and proliferation.  Most lysosomal functions rely on a set of more than 50 acid hydrolases that degrade a wide variety of  macromolecules. Lysosomal enzymes are trafficked to the lysosome in two stages: transport of the newly  synthesized proteins from the endoplasmic reticulum (ER) to the Golgi complex, and their subsequent  receptor-­assisted transfer from the Golgi to endolysosomal compartments. How lysosomal enzymes are  transported from the ER to the Golgi complex is unknown and, to our knowledge, the simple model of a bulk,  unregulated transportation has never been questioned. We have identified two candidate ER receptors, CLN6  and CLN8, whose deficiency results in altered maturation of lysosomal enzymes and lysosomal storage  disorder-­like diseases. We propose to study how CLN6 and CLN8 function in the pathway of maturation of  lysosomal enzymes. First, we will test the hypothesis that CLN6 and CLN8 directly interact with lysosomal  enzymes and that such interaction is disrupted by disease-­associated mutations on either CLN6/CLN8 or on  the surface of lysosomal enzymes (Aim 1). Second, we will examine the trafficking and maturation of newly  synthesized lysosomal enzymes to identify the exact step that is disrupted by CLN6 and CLN8 deficiency. We  will also define CLN6 and CLN8 functions in vivo by carrying out detailed tissue-­specific analyses of lysosomal  composition in CLN6-­ and CLN8-­deficient mouse lines by LC-­MS/MS-­based proteomics. To this aim, we have  generated a knock-­in Lamp1FLAG mouse line to efficiently isolate lysosomes from the desired tissues (Aim 2).  Third, we will identify the protein domains and motifs that are involved in CLN6/CLN8 interaction and that direct  their sorting across the compartments of the early secretory pathway via COP-­coated vesicles (Aim 3). We will  accomplish our goals with a multi-­disciplinary approach that uses the tools of biochemistry, molecular biology,  cell biology and mouse engineering and we will also develop a new method of in vivo lysosome isolation from  mouse tissues. Our results are likely to have important consequences for our understanding of the  mechanisms governing lysosomal biogenesis and of the molecular pathogenesis of numerous human  diseases. Some of the regulatory mechanisms we uncover may serve in the future as targets for modulating  lysosomal biogenesis in diseases resulting from impaired lysosomal function or in conditions, such as certain  types of cancer, that are characterized by aberrant or unrestricted lysosomal activation.